Modello e ripetibilità dell'ascaride

Parassiti e vettori volume 16, numero articolo: 175 (2023) Citare questo articolo

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Recentemente è stato proposto un test immunoassorbente legato all'enzima coproantigene (ELISA) per rilevare le infezioni da ascaridi nei polli. Il modello di escrezione degli antigeni ascaridi attraverso le feci di pollo e la consistenza delle misurazioni nel corso delle infezioni sono attualmente sconosciuti. Questo studio valuta il modello e la ripetibilità dell'antigene del verme per grammo di feci (APG) e confronta la prestazione diagnostica del coproantigene ELISA con un ELISA con anticorpi del plasma e del tuorlo d'uovo e la conta delle uova fecali McMaster (M-FEC) a diverse settimane dopo l'infezione (wpi).

Campioni di feci, sangue e tuorlo d'uovo sono stati raccolti da galline ovaiole infettate per via orale con una miscela di uova di Ascaridia galli e Heterakis gallinarum (N = 108) o conservate come controlli non infette (N = 71). Sono state eseguite misurazioni tra cui (a) APG utilizzando un coproantigene ELISA, (b) uova per grammo di feci (EPG) utilizzando la tecnica McMaster e (c) IgY ascaridi-specifiche nel plasma e nei tuorli d'uovo utilizzando un anticorpo ascaridi-specifico ELISA). tra wpi 2 e 18.

Sono state quantificate differenze significative dipendenti dal tempo nell'APG tra galline ovaiole infette e non infette. Alle wpi 2 (t(164) = 0,66, P = 1,00) e 4 (t(164) = -3,09, P = 0,094) non sono state osservate differenze significative tra i gruppi, mentre le galline infette avevano livelli di APG significativamente più alti rispetto ai controlli per wpi 6 (t(164) = −6,74, P <0,001). Come indicato da un’elevata stima di ripetibilità complessiva pari a 0,91 (CI = 0,89–0,93), l’APG potrebbe essere misurata in modo coerente dallo stesso individuo. Rispetto al test ELISA McMaster e agli anticorpi, il test ELISA per il coproantigene ha mostrato la prestazione diagnostica complessiva più elevata (area sotto la curva, AUC = 0,93), sebbene le differenze fossero dipendenti dal tempo. Dalle wpi 6 alle 18 l'ELISA per il coproantigene ha avuto un'AUC > 0,95, mentre l'ELISA per le IgY plasmatiche ha mostrato la prestazione diagnostica più elevata nelle wpi 2 (AUC = 0,95). M-FEC aveva la correlazione più alta con il carico totale di vermi, mentre APG aveva correlazioni più alte con pesi e lunghezze di A. galli.

L'escrezione dell'antigene ascaridico attraverso le feci di pollo può essere misurata con elevata precisione e ripetibilità utilizzando un test ELISA per il coproantigene. L'escrezione dell'antigene aumenta nel tempo ed è associata alla maturazione dei vermi, in particolare alle dimensioni di A. galli. I nostri risultati suggeriscono la necessità di un uso complementare di diversi strumenti diagnostici per una diagnosi più accurata delle infezioni.

La promozione di pratiche che migliorano il benessere delle galline ovaiole sta aumentando l’uso di sistemi di stabulazione non in gabbia. Quando viene fornito l’accesso all’esterno, le galline ovaiole possono esprimere meglio il loro comportamento naturale e avere meno paura e stress in un sistema all’aperto [1]. Come conseguenza dell’allevamento delle galline in sistemi di stabulazione non in gabbia, i nematodi gastrointestinali – in particolare Ascaridia galli e Heterakis gallinarum con vie di trasmissione orale-fecale – si sono diffusi e sono associati a perdite di produzione anche con segni clinici minimi o assenti [2, 3,4,5,6,7]. In tali sistemi, le galline ovaiole sono a più stretto contatto con gli escrementi, consentendo la trasmissione oro-fecale dell’infezione da elminti [3]. Frenare la diffusione delle infezioni e ridurre il loro impatto sulla produttività delle galline dipende in gran parte da una diagnosi precoce e accurata.

Ci sono diversi criteri importanti da considerare quando si sceglie un metodo per diagnosticare l'infezione da elminti nel bestiame. Il primo è identificare e differenziare correttamente tutti gli animali infetti e non infetti (ovvero diagnosi qualitativa). La diagnosi precoce dell’infezione da elminti può prevenire la diffusione dell’infezione all’interno e tra i gruppi. Potrebbe anche essere fondamentale impiegare un trattamento mirato in stormi, che potrebbe essere economicamente vantaggioso e potrebbe mitigare lo sviluppo della resistenza ai farmaci tra i parassiti [8]. Il secondo criterio è che lo strumento diagnostico sia in grado di valutare l'intensità dell'infezione (vale a dire, diagnosi quantitativa) stabilendo una correlazione significativa tra il risultato della misurazione e l'effettivo carico di vermi dell'animale ospite. La stima dell'intensità dell'infezione è importante per il pollame e altri animali da reddito perché gli effetti dell'infezione da elminti sulla produttività, sulla salute e sul benessere degli animali sono probabilmente maggiori con una maggiore carica di vermi (ad esempio, [9]). Una diagnosi quantitativa è essenziale anche quando si testa l’efficacia degli antielmintici, che attualmente si basa sulla riduzione della conta delle uova fecali (FEC) o della conta dei vermi attraverso la necroscopia [10].

43.5 mm) from immature females (< 43.5 mm) [25]. Worm length was measured for both A. galli and H. gallinarum using a ruler with measurement precision of 1 mm. Length measurement was based on the worm classification (i.e., larvae, mature immature, males). Only intact worms for each classification (maximum of 10 per bird) were randomly selected and measured. The average of the selected worms was multiplied by the total number of worms in each classification [25]. The weight (mg) of A. galli was estimated from the length (mm) of female and male A. galli using the Le cren weight–length relationship model [28]. The average weight of A. galli was also calculated with respect to the total A. galli burden in each hen. To establish the Le cren weight–length relationship, we used a data set from a previous experiment (Additional file 1: Fig. S1), where both the weight and length of A. galli were precisely measured. For the measurement of A. galli weight, a precision (0.1 mg readability) analytical balance (Mettler Toledo GmbH, Gießen, Germany) was used. The precision of length measurements was the same as in the present study (i.e., 1 mm)./p> 0.90) [33]./p> 0.05) in their antigen concentration across different wpi throughout the experiment (Fig. 2), whereas there was a statistically significant increase (P < 0.05) in the APG values of infected laying hens across the wpi. APG in the infected laying hens was significantly different (t(164), = −4.62, P < 0.001) in the early stages of infection (between wpi 2 and 4), while at later phases (e.g., between wpi 6–18, [t(164), = −3.09, P = 0.094]) there was no significant difference in the APG of infected laying hens./p>

0.90) was confirmed for this method within all wpi. Its diagnostic test accuracy was highest at wpi 18 (AUC = 1.00). Similarly, the specificity and sensitivity of the assay increased over time; by wpi 4, the assay yielded 100% specificity but with low sensitivity of 39%. To fully compare the accuracy of the coproantigen ELISA method (i.e., APG) with faecal egg counts (i.e., EPG) and plasma and egg yolk IgY ELISA, the available data for EPG and IgY assay were used. The overall AUC for FEC was 0.91, while plasma and egg yolk IgY assay yielded overall accuracy of AUC = 0.83 and 0.88, respectively (Fig. 5a). The DeLong test showed no significant difference between coproantigen ELISA and FEC (Z = 0.674, P = 0.501) and egg yolk IgY ELISA (Z = 1.645, P = 0.100), whereas the overall accuracy of plasma IgY assay was significantly (Z = 2.336, P = 0.019) lower. Both FEC and coproantigen ELISA had 100% specificity, while specificity was lower for the plasma IgY assay (72.9%) and egg yolk IgY assay (80%). FEC demonstrated the highest sensitivity, at 82.2%, followed by egg yolk IgY with sensitivity of 80%, while both coproantigen and plasma IgY ELISA had sensitivity of 76.7%./p>

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